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    2023-11-19

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4种肺动脉高压(ph)动物模型肺血管重构模式的差异

方法:雄性sd大鼠(350-400g),分别通过腹主动脉-腔静脉分流(a-vf,n=10)、左肺切除(pe,n=10)、野百合碱注she(mct,n=10)、左肺切除+mct(pe+mct,n=12)4种方法建立ph模型.检测平均肺动脉压力、rv/(lv+s)重量比值、肺小动脉中膜厚度百分比(wt%)、无肌性动脉肌化程度和新生内膜(neointima)形成、新生内膜增殖度和血管阻塞计分(vos).

结果:在pe+mct组(肺切除术后5周,mct注she后4周)右肺腺泡内血管出现了新生内膜病变,其它组均没有新生内膜病变形成.pe+mct组的动物出现了---的右心室肥大,动脉中膜明显增厚,平均肺动脉压和无肌性血管肌化程度---增加;a-vf、pe和mct组仅形成轻-中度的右心室肥大、和小动脉肌化.结论:左肺切除联合应用mct能成功---大鼠ph新生内膜模型,该模型能---地模拟人类---ph的病理改变,是研究梗阻性ph更为适用的动物模型.





根据gb19489-2004实验室 生物 安全通用要求,动物实验室的 生物 安全要点:

动物实验室的生物安全防护设施应参照bsl1-4实验室的要求,还应考虑对动物呼吸、排泄、毛发、抓咬、挣扎、逃逸、动物实验(如染毒、医学检查、取样、解剖、检验等)、动物饲养、动物及排泄物的处置等过程产生的潜在生物危害的防护。应---注意对动物源性气溶胶的防护,例如对动物的剖检应在负压剖检台上进行。

应根据动物的种类、身体大小、生活习性、实验目的等选择具适当防护水平的、于动物的、符合相关标准的 生物安全柜 、动物饲养设施、动物实验设施、消毒设施和清洗设施等。

实验室建筑应---实验动物不能逃逸,非实验室动物(如野鼠、昆虫等)不能进入。实验室设计(如空间、进出通道等)应符合所用动物的需要。

动物实验室空气不应循环。动物源气溶胶应经适当的过滤/消毒后排出,不能进入室内循环。

如动物需要饮用无菌水,供水系统应可安全消毒。

动物实验室内的温度、湿度、照度、噪声、洁净度等饲养环境应符合相关标准的要求。






实验动物各种---、的采集方法


---液的采集

(一) 唾液

1. 直接抽取法 在---实验中, 可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液,实验外包费用,此法非常简单,但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。

2. 制造腮腺瘘法 在慢性实验中,实验外包公司,收集狗的唾液,要用手术方法将腮腺导管开口移向体外,即以腮腺导管为中心,切成一直径约2~3cm的圆形粘膜片,将此粘膜片,与周围组织分开,穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到较纯净的唾液。

(二)胃液

1. 直接收集胃液法 ---实验时,先将动物,将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一,用此可收集到胃液,实验外包,此法适用于狗等大型动物。如是大鼠,需手术剖腹,从幽门端向胃内插入一塑料管,再由口腔经食道将一塑料管插入前胃,用ph7.5、35℃左右的生理盐水,以12ml/h的流速灌胃,收集流出液,实验外包选,进行分析。

2. 制备胃瘘法 在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分,缝合起来形成小胃,主胃与小胃互不相通,主胃进行正常---,从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法,可以待动物恢复健康后,在动物清醒状态下反复采集胃液。

(三)胰液和胆汁

在动物实验中,主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部,在紧靠肠壁处切开胰管,结扎固定并与导管相连,即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管,在其入肠处插管固定,并在近肝门处结扎和另行插管,可分别收集到胰液和胆汁。

有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。





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